Des professionnel-les à votre écoute
Consultation et développement d'études moléculaires
Nous offrons un service de consultation et de développement de projet personnalisé
Veuillez nous contacter pour plus d’informations.
Claire Bénard, PhD
Directrice
Grégoire Bonnamour, PhD
Professionnel de recherche de l’UQAM
Responsable
Imagerie confocale avec prise de vue en mode photo ou vidéo de cellules, tissus et organismes entiers (C. elegans, poisson zèbre, drosophile, embryon de souris) fixés ou vivants, fluorescents ou non, sur supports en verre ou en plastique.
Exemples : scratch test, colocalisation intracellulaire, FRAP, immunofluorescence, photomanipulation suivi de migration cellulaire en temps réel.
Microscope inversé confocal Nikon A1+ de haute sensibilité (photo cathode GaAsP)
Ce microscope est particulièrement adapté à l’imagerie de cellules vivantes par suivi temporel:
- Microincubateur avec contrôle de la température, CO2 et humidité (pour lames et plaques de culture)
- Platine motorisée XY et système piézo-électrique pour des déplacements en Z très rapide
- Système « Perfect focus » contre la dérive focale
Comporte un détecteur multispectral sur 32 canaux avec des résolutions de 2.6 à 10mm. Ce système permet de séparer deux fluorochromes dont les spectres d’émission sont très proches, ainsi que de soustraire l’autofluorescence d’un marquage spécifique.
- Haute résolution : jusqu’à 4096 x 4096 pixels
- Rapidité d’acquisition : une image de 512 x 512 pixels en 0.6 secondes
- Acquisition en stack 3D (limite de 10-15 µm d’épaisseur par échantillon)
- Cubes filtres : GFP, RFP.
Microscope inversé confocal Nikon A1
- Scanner hybride haute vitesse au laser :
- ~ 30 à 230 images/s (512 x 512 à 64 pixels)
- traitement possible : photoactivation, photobleaching et acquisition d’image en simultané
- 7 niveaux de zoom (de 1x à 8-10x) en mode haute vitesse
- Scanner à balayage multipoint haute vitesse de type « swept field »
- diminue la photo toxicité
- diminue le photo bleaching
- trajet optique optimisé réduisant au maximum le phénomène de « crosstalk »
- Laser associé au système : 405, 488, 561, 640 nm.
- Camera EMCCD (100 images/secondes en mode pinhole et jusqu’au 1000 images/secondes en mode fente).
- Laser : 405, 488, 561, 640nm de 40 à 100mW chacun
- Cubes filtres : GFP, CFP, YFP, mCherry
- Système d’incubation pour 6 et 24 multi-puits, lames, et Pétris de 3 et 6cm.
Les membres du CERMO-FC et les chercheur.es du réseau UQ sont invités à nous contacter pour connaître les tarifs privilèges grâce au support du CERMO-FC.
Tarif d’utilisation de 35$/h en utilisation autonome ou 75$/h avec assistance technique.
Tarif d’utilisation de 100$/h incluant l’assistance technique.
Des frais administratifs de 15% peuvent être applicables.
Analyse de l'expression de protéine membranaire en suspension cellulaire
Quantification du niveau d’expression et du nombre de cellules exprimant une protéine fluorescente ou marquées par immunofluorescence.
Exemple : test de transfection, analyse immunologique.
Cytomètre CytoFLEX LX
Possède 3 lasers (VBR) et 7 canaux de détection (couleurs) en plus d’une discrimination possible par les caractéristiques cellulaires (FCS/SSC).
Cytomètre BD Accuri
Possède 2 lasers (BR) et 4 canaux de détection (couleurs) en plus d’une discrimination possible par les caractéristiques cellulaires (FCS/SSC).
Les membres du CERMO-FC et les chercheur.es du réseau UQ sont invités à nous contacter pour connaître les tarifs privilèges grâce au support du CERMO-FC.
Tarif d’utilisation de 35$/h en utilisation autonome. Prévoir une formation théorique et pratique avant toute première utilisation autonome.
Tarif d’utilisation de 50$/h en utilisation autonome. Prévoir une formation théorique et pratique avant toute première utilisation autonome.
Des frais administratifs de 15% peuvent être applicables.
Isolation de sous-populations cellulaires
Récupération de populations cellulaires vivantes ou fixées selon la taille, la granularité, la fluorescence intrinsèque, des marqueurs fluorescents ou à la suite d’un immunomarquage.
Exemples : récupération de cellules CRISPR, d’algues, de cellules transfectées.
Cytomètre en flux BD FACSJazz
- Isolation basée sur 1 à 3 critères de sélection (marqueur biomoléculaire, et/ou caractéristique de la cellule)
- Réception des cellules dans des tubes ou plaques de cultures
- Suivi de la formation des gouttes en temps réel par caméra
Les membres du CERMO-FC et les chercheur.es du réseau UQ sont invités à nous contacter pour connaître les tarifs privilèges grâce au support du CERMO-FC.
Tarif d’utilisation de 90$/h incluant l’assistance technique.
Tarif d’utilisation de 100$/h incluant l’assistance technique.
Des frais administratifs de 15% peuvent être applicables.
Coupe histologique en paraffine ou congelée
Microtome semi-automatique HistoCore MULTICUT – Leica
- Microtome pour coupe en paraffine
- Épaisseur des coupes : 0.5 à 100 μm
- Taille maximale échantillon : 70 mm ±1 mm
- Coupe manuelle et semi-automatique
Vibratome Leica VT 1000S
- Microtome à lame vibrante
- 5 épaisseurs de coupe : 0.2 – 1 mm
- Vitesse de coupe : 0.025 – 2.5mm/s
- Taille maximale du tissu : 70 x 40 x 15 mm
- Loupe intégrée
Cryostat Leica CM 1950
- Enceinte réfrigérante de 0 à -35°C
- Plaque de refroidissement rapide jusqu’à -42°C
- Épaisseurs de coupe : 1 – 100 µm
- Taille maximale du tissu : 50 x 80 x 25mm
- Désinfection par UVC sans ozone
- Revêtement de surface antimicrobien
Recommandations
« Nous bénéficions des conseils et services experts de Denis Flipo, professionnel de recherche de la plateforme d’analyses cellulaires du CERMO, depuis plus de 10 ans pour avancer nos projets de développements de médicaments. Mentionnons les réalisations en microscopie confocale, l’imagerie en temps réel et la cytométrie en flux multiplex qui nous ont permis de mieux comprendre et de valider le mécanisme d’action de nos molécules thérapeutiques. De plus, nos chercheurs et stagiaires post-doctoraux ont acquis de nouvelles compétences grâce à un enseignement passionné prodigué par Denis. »
Guide de l'utilisateur
Les professionnels de recherche de la plateforme auront le plaisir de vous former pour l’utilisation des microscopes confocaux. Si vous désirez en savoir plus sur les avantages de ces outils d’imagerie de pointe, voici une banque de ressources supplémentaire :
Théories générales
https://andor.oxinst.com/complete-microscopy-training-course
https://www.ibiology.org/online-biology-courses/microscopy-series/
https://www.microscopyu.com/
http://zeiss-campus.magnet.fsu.edu/
Fonctionnement d’un microscope Nikon A1 confocal
https://boc.wisc.edu/microscope-tutorials-helpful-links/
FAQ - Foire aux questions
La plateforme se trouve au SB-3715, il vous suffit de toquer à la porte.
Si vous possédez une carte de l’UQAM et utilisez régulièrement la plateforme, envoyez une photo de votre carte à cermo-fc@uqam.ca pour avoir accès de facon autonome à la plateforme. Cet accès est délivré uniquement lorsque vous aurez suivi toutes les formations pertinentes à vos expérimentations.
Nous effectuons des formations sur certains appareils pour les utilisateurs académiques. Contactez-nous pour en savoir davantage.
Vous pouvez également trouver des sources d’informations sur la technologie du microscope confocal dans la section Guide de l’utilisateur de cette page.
Nous avons à disposition un serveur nous permettant de stocker les données issues des différents appareils. Si vous êtes de l’UQAM, vous pouvez accéder à ce serveur directement via une connexion Ethernet. Si vous êtes externe à l’UQAM, vous pouvez récupérer vos données sur l’ordinateur de traitement d’image de la plateforme.
Nous mettons à votre disposition sur la plateforme un ordinateur suffisamment puissant pour différents traitements et analyses (déconvolution, vidéos, etc) et pouvons vous assister pour réaliser vos projets en imagerie cellulaire.
La durée maximale pour une prise de vue en temps réel dépend de la disponibilité de l’équipement.
Contactez-nous pour en savoir davantage.
Pour le moment il n’est pas prévu que nous fassions de coupes histologiques. Nous pouvons en revanche vous apprendre à en faire.